Məlumat

Lepidopterada qeyri -şəffaf yaşıl rəngə səbəb nədir?

Lepidopterada qeyri -şəffaf yaşıl rəngə səbəb nədir?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Həşəratın üzərindəki "qeyri -şəffaf" rəngləmə ilə nə demək istədiyimi bura bağlayın, işıq intensivliyində və bucaqdakı dəyişikliklərə baxmayaraq rəng intensivliyi sabit olaraq qalır (şəkil göstərmir, amma güvə bunu sahədə göstərir). Bu, rəng intensivliyinin işıq bucağı və intensivliyi ilə dəyişdiyi Meşə güvəsi (şəkil burada) kimi digər güvələrdəki "metal" rəngləmədən fərqlidir.

Oxuyaraq R.F. Çapmanın kitabında ("Böcəklər: Struktur və Funksiya"), mən bilirəm ki, metal rənglər tərəzinin mikro strukturunun yaratdığı müdaxilə nümunələri ilə yaranır, kitabda deyilir ki, ən yüksək tezlikli rənglər, o cümlədən bu kateqoriyada yaşıl rənglər belə istehsal olunur. . Aydındır ki, mən bu rəngi verə biləcək piqmentlər axtardım, lakin həşəratlarda əmələ gələn heç bir şey tapmadım.

Mənim sualım budur: Böcəkdə bu rəngi verən bir piqment varmı və əgər varsa, bu nədir?


Bu yazıya görə, lepidopterada yaşıl piqmentlərə rast gəlinir. Tədqiqat Geometridae üzərində fokuslandı və zümrüd güvələrindəki əsas piqmentin, məsələn Hemistola xrizoprasariyası Pseudoips prasinana-da ikinci dərəcəli piqment kimi də tapılır. Müəlliflər maddəni 'Geoverdin' adlandırdılar və bunun larva mərhələsində istehlak edilən bir xlorofil törəməsi ola biləcəyini irəli sürdülər. 'Geoverdin' və ya kimyəvi kimliyindən bəhs edən başqa bir araşdırma tapa bilmirəm.


Mücərrəd

İşıq tələləri həşərat zərərvericiləri populyasiyalarını izləmək və idarə etmək üçün geniş istifadə olunur. 2018-ci ilin sonunda payız qurdu (FAW), Spodoptera frugiperda, taxıl istehsalı üçün böyük bir təhlükə yaradan Yunnan əyaləti vasitəsilə Çini işğal etdi. FAW güvə üzərində işıq tələlərinin səmərəliliyini qiymətləndirmək üçün əvvəlcə transkriptomdan istifadə edərək FAW -dan opsin genlərini təyin etdik. Filogenetik analiz FAW -in dörd opsininin digər Noctuidae növləri ilə birlikdə olduğunu göstərdi. Opsinlərin ifadə edilmiş səviyyələri S. frugiperda içərisindən aşağı idi Helicoverpa armigera, iki növ arasında fərqli bir fototaktik cavab təklif edir. Sonra FAW-dan istifadə edərək fototaktik davranışını təyin etdik H. armigera Çində işıq tələlərindən istifadə etməklə geniş şəkildə izlənilən və idarə olunan nəzarət kimi. Nəticələrimiz göstərdi ki, iki güvə növünün əhəmiyyətli dərəcədə fərqli fototaktik davranış nümayiş etdirdiyi və həm dişi, həm də erkək FAW-nin uçuşdan işığa nisbətən daha sürətli sürət nümayiş etdirdiyi göstərilir. H. armigera. Bu, FAW ilə müqayisədə daha sürətli uçuş qabiliyyəti ilə bağlı ola bilər H. armigera. Ancaq həm qadın, həm də kişinin tutma nisbəti S. frugiperda ilə müqayisədə xeyli aşağı idi H. armigera, opsinlərin ifadə səviyyələrinə uyğun idi. Bu nəticələr müsbət fototaksisini dəstəkləyir S. frugiperda Güvələr və zərərvericiləri izləmək və idarə etmək üçün yüngül tələlərin istifadə oluna biləcəyini söyləyirlər, lakin daha aşağı səmərəliliylə H. armigera.


GİRİŞ

Dəniz xərçəngkimiləri sürfələri kimi pelagik mühitdəki kiçik heyvanlar üçün belə xüsusiyyətsiz bir dünyada sağ qalmaq çox vaxt görünməmək qabiliyyətindən asılıdır. Crypsis üçün bu güclü seçim nəzərə alınmaqla, açıq su mühitində bir heyvanın cəsədinin ətrafına vizual şəkildə uyğunlaşmasını asanlaşdıran bir çox mexanizm inkişaf etmişdir, bunların ən diqqət çəkən tərəfi aynalı tərəflərdir (Denton və digərləri, 1972 Johnsen və Sosik, 2003), əks işıqlandırma (Clarke, 1963 Johnsen et al., 2004) və şəffaf bədən toxuması [şəffaflığın nəzərdən keçirilməsi (Breder, 1962 McFall-Ngai, 1990 Johnsen, 2001) ümumi pelagik kamuflyaj mexanizmlərinin nəzərdən keçirilməsi (Nilsson, 1991 Johnsen, 20). Bir çox xərçəngkimisi sürfələri, son dərəcə şəffaf bədənə sahib olduqları üçün sonuncu mexanizmin mükəmməl nümunələrini təqdim edir, zahirən şüşədən hazırlanır. Mürəkkəb gözlər bu heyvanlarda qeyri -şəffaf piqmentlər olan yeganə xüsusiyyətdir. Xərçəngkimilər sürfə gözləri uzun optik elementlər və qatılaşmış retinalarla şəffaflıqlarını artırmaq üçün inkişaf etsələr də (Nilsson, 1983), vizual səhnənin həllini qorumaq üçün fotoreseptorlar arasında qeyri -şəffaf tarama piqmentləri qalmalıdır. Xərçəngkimilər sürfələri arasında stomatopodlar şəffaflıqlarını artırmaqda xüsusilə təsirlidir. Çox vaxt gözlər stomatopod sürfələrinin bədənində yeganə görünən xüsusiyyətlərdir və növlərdən asılı olaraq uzunluğu 40 mm-ə qədər ola bilər (Feller et al., 2013). Bir kova planktona baxan bir insana, stomatopod sürfələri yalnız kosmosda heyvan piruetləri kimi yan-yana sabitlənmiş hərəkət edən qara nöqtələr kimi görünə bilər.

Stomatopod larva gözlərindəki təsvir olunmayan quruluşlar, burada göz parıltısı olaraq adlandırılan mavi və ya yaşıl işığın dalğa uzunluğunu güclü şəkildə əks etdirir (Şəkil 1). Burada müzakirə olunan göz parıltısını bəzi xərçəngkimilərin gözlərinin (məsələn, göz qapaqları) altında müşahidə olunan işığı əks etdirən tapetumun yaratdığı ilə qarışdırmaq olmaz. Nefrops norvegicus) (Loew, 1976). Stomatopod sürfələrinin göz parıltısından məsul olan əks etdirən materialın diqqətlə müşahidəsi, gözün optik və fotoreseptor təbəqələri arasında tapılan, lakin optik yolda olmayan bir fotonik quruluşu ehtiva etdiyini göstərir (Şəkil 1C). Fotoreseptorlar tərəfindən udulan işıq yolunda göz parıltısının olmaması (sağlam bir yalançı şagirdin olması ilə sübut olunur) göz parıltısının vizual süzgəc mexanizmi kimi işləmədiyini və ya başqa şəkildə bu gözlərdə fotoreseptivə təsir göstərdiyini göstərir. Növlərdən və mərhələlərdən asılı olmayaraq (müəlliflərin şəxsi müşahidəsi) bu günə qədər araşdırılan bütün stomatopod larva gözlərində stomatopod göz parıltısını müşahidə etmişik (bax: Williams və digərləri, 1985 Cronin və digərləri, 1995 Jutte və digərləri, 1998 Cronin və Jinks, 2001). Stomatopod sürfələri xaricində, braşyuran yengeç sürfələrində (müəlliflərin şəxsi müşahidəsi) göz emalının olması müşahidə edilmişdir (Cronin və Jinks, 2001), embrion və larval karide karides [Palaemonetes pugio (Douglass and Forward, 1989) P. argentinus (Harzsch et al., 1999)], Amerika lobsterinin embrionları [Homarus amerikan (Harzsch et al., 1998)] və yetkin izopod Astacilla longicornis (Nilsson və Nilsson, 1983). Fotosensitivlikdə heç bir rolu olmadığı halda, göz parıltısının istehsal olunduğu gözə çarpan retina üçün pelajik kamuflyaj rolunu oynayacağı fərz edilir (Nilsson və Nilsson, 1983 Douglass və Forward, 1989 Cronin və digərləri, 1995 Jutte və digərləri, 1998 Cronin və Jinks, 2001). Xərçəngkimi sürfələrinin göz parıltısının rolu dəfələrlə kamuflyaj kimi irəli sürülsə də, bu fərziyyə heç vaxt rəsmi şəkildə sınaqdan keçirilməmişdir. Stomatopod sürfələrinin təbii baxış mühitində göz boyasının bir neçə komponentini təhlil edərək göz kaminası kamuflyaj hipotezini sınamağa çalışdıq. Stomatopod sürfə göz parıltısının həm laboratoriyada, həm də təbii işıq mühitində spektral əks etdirilməsinin təsviri və təhlili vasitəsilə biz müxtəlif dərinliklərdə, oriyentasiyalarda və günün müxtəlif dövrlərində sürfə tor qişasının xas kontrastını azaltmaqda göz parıltısının effektivliyini sınaqdan keçirdik. Bu məlumatlar stomatopod sürfələrinin göz parıltısının göz kamuflyaj mexanizmi kimi fəaliyyət göstərdiyi fərziyyəsinə əsaslı dəstək verir.

Stomatopod sürfələrinin göz parıltısı. Fotoşəkillər (A) Pullosquilla thomassini və (B) Pseudosquillana richeri bu təcrübələrdə istifadə olunan şəxslər. Yan, dorsal və ventral şəkilləri P. thomassini A-da bu növün xarakterik xüsusiyyəti olan göz boyu parlaqlıq və rəng dəyişikliyini göstərir. (C) Stomatopod larval göz qapağının istehsalından məsul olan fotonik quruluşların ehtimal olunan yerini əks etdirən diaqram. PRL, fotoreseptor təbəqəsi Rh, rabdom L, lens CC, kristal konuslar OL, optik təbəqə. Tərəzi çubuqları, 500 μm.

Stomatopod sürfə gözü. Fotoşəkillər (A) Pullosquilla thomassini və (B) Pseudosquillana richeri bu təcrübələrdə istifadə olunan şəxslər. Yanal, dorsal və ventral görüntülər P. thomassini Şouda bu növün xarakterik xüsusiyyəti olan göz parıltısının parlaqlığı və gözlərindəki rəng dəyişikliyi. (C) Stomatopod sürfələrinin göz parıltısının əmələ gəlməsinə cavabdeh olan fotonik strukturların ehtimal olunan yerini təsvir edən diaqram. PRL, fotoreseptor təbəqəsi Rh, rabdom L, lens CC, kristal konuslar OL, optik təbəqə. Ölçü çubuqları, 500 μm.


Giriş

150 ildən çox əvvəl qabaqcıl təkamülçü bioloqlar təqlid fenomenini müəyyən etdilər, burada yırtıcı digər obyektləri təqlid etmək üçün rəng, forma və ya digər xüsusiyyətlər qəbul edərək yırtıcısını aldadır (Bates, 1862 Wallace, 1865). Mimikanın bir neçə növü arasında, kamuflyaj və ya krypsis adlanan mimikanın gizlədilməsi yırtıcı yırtıcıların qarşılıqlı əlaqəsində iştirak edən ən maraqlı xüsusiyyətlərdən biridir və uzun müddətdir ki, bir çox tədqiqatçıların marağını cəlb edir (Prudic et al., 2007 Futahashi və Fujiwara, 2008 Li və başqaları, 2015 Fujiwara və Nishikawa, 2016 Jin et al., 2019). Papilionidae, Pieridae, Nymphalid və Lycaenid ailələrinə aid bir çox kəpənək növlərinin pupaları yırtıcıların qarşısını almaq üçün arxa fon rənginə uyğun gələn pupa sirli rəngləri nümayiş etdirir (Maisch və B࿌kmann, 1987 Jones et al., 2007). Ən çox növ pupa Papilio ailə ətraf mühitə cavab olaraq yaşıl və ya qəhvəyi rənglər göstərir (Şəkil 1). Hidaka və başqaları. (1959) qəhvəyi və yaşıl pupaların olduğunu bildirdi Papilio xuthus eyni rəngli çəmənliklərdə daha az yırtılırdı, bu da pupal rəng dimorfizminin yırtıcılardan qorunmaq üçün təsirli olduğunu göstərir. Sürfələrin böyüməsi dövründə qəbul edilən temperatur, nisbi rütubət, işığın dalğa uzunluğu və fotoperiod kimi bəzi ətraf mühit amillərinin bəzi Papilionid və Lycaenid növlərində qoruyucu pupa rənglənməsinə təsir göstərdiyi də irəli sürülüb (Ishizaki və Kato, 1956 B࿌kmann, 1960). Smith, 1978 Honda, 1981 Yamamoto və digərləri, 2011). Lakin, içərisində P. xuthusP. protenor, pupa rənginin fon rəngi ilə təyin olunmadığı göstərildi (Ohnishi və Hidaka, 1956).

Şəkil 1. Dimorf pupa rənginin formalaşmasının inkişaf prosesi Papilio kəpənək. Güman edilir ki, qoruyucu pupa bədən rəngi ətraf mühit faktorlarına, əsasən toxunma stimullarına (yaşıl rəng üçün hamar səth stimulu və qəhvəyi rəng üçün kobud səth stimulu), qarın proleqinin sərbəst buraxılmasına qədər bağırsaqların təmizlənməsindən sonra əvvəlcədən müəyyən edilir. pupa əvvəli mərhələ. Bağırsağın təmizlənmə vaxtı 0 saat olaraq təyin olunarsa, bant əmələ gəlməsi (girdling) təxminən 7 saat sonra, proleg təxminən 9 saat sonra və pupasiya təxminən 24 saat sonra baş verir. Pupa rənglənməsi pupal ekdizisdən sonra başlayır və pupasiyadan 2 gün sonra tamamlanır.

In P. xuthusalternativ pupa rənginin təyin edilməsi, əsasən, qurşağından əvvəl və sonra kritik bir dövrdə alınan toxunma stimullarından asılıdır (G) (Hiraga, 2006). Kifayət qədər işıq şəraitində, bu dövrdə yarpaq və ya sap kimi hamar səthlərdəki sürfələr yaşıl pupalara çevrilir (Şəkil 1). Digər tərəfdən, budaqlar və ya gövdələr kimi kobud səthlərdəki sürfələr qəhvəyi pupa halına gəlir (Şəkil 1). Kobud bir səthdən gələn stimulun beynə ötürülməsi və qəhvəyi rəng üçün bilinməyən bir nöropeptidin (pupal kütikül melanizasiya edən hormon: PCMH) istehsal edilməsi və larva hemolimfasına salınması təklif olunur (Awiti və Hidaka, 1982).

Kəpənəklərin sürfələrində və pupalarında bədən rənglərinin çoxu melanin, bilin, karotenoid və onlarla əlaqəli piqmentlər kimi müxtəlif kimyəvi piqmentlər tərəfindən hazırlanır. Əvvəlki araşdırmalarımız Papilio sürfə rəngi hər bir rəngləmə ilə bir neçə genin spesifik ifadəsinin əlaqəsini ortaya qoydu: qara, qırmızı, mavi və sarı. Melaninlə əlaqəli genlərin ifadəsi, tirozin hidroksilaza (TH), dopa dekarboksilaza (DDC), sarı, qara, tan, və lakaj 2, qara piqmentasiya ilə məşğuldur (Futahashi and Fujiwara, 2005, 2006, 2007, 2008 Futahashi et al., 2010, 2012). ifadəsi qara dopaminə çevirən gen N.-beta alanil dopamin (NBAD), göz ləkəsinə xas qırmızı piqmentasiya ilə əlaqələndirilir (Shirataki et al., 2010). Bundan əlavə, larva nümunələrinin müqayisəsindən üç Papilio növ (xuthus, machaon, və politlər), yaşıl rəngin ortaq ifadəsi ilə istehsal edildiyi irəli sürüldü bilin bağlayan zülal (BBP) (mavi) və sarı ilə əlaqəli gen (YRG) və ya carotenoid bağlayıcı protein 1 (CBP1) (Shirataki et al., 2010 Futahashi et al., 2012). Sürfə pigmentasiyasına dair bu məlumatlar, larva pigmentasiyasında iştirak edən eyni və ya bənzər bir gen dəstinin yaşıl və ya qəhvəyi rəngli pupa istehsal etmək üçün istifadə edildiyini göstərir. Papilio pupal rəngləmə və pigmentasiya genlərinin tənzimlənməsi mexanizmləri dəqiqləşdirilməmiş olsa da.

Piqmentə xas genlərin ifadəsi ilə yaşıl və qəhvəyi rəngli pupa rənglənməsinin necə baş verdiyini aydınlaşdırmaq üçün burada istifadə etdik. P. polytes eksperimental model kimi. Bu növdən istifadə edərək, sürfə işarələrinin əmələ gəlməsinin molekulyar mexanizmlərini (Shirataki və digərləri, 2010) və qadına xas Batesian mimikasını (Iijima et al., 2018, 2019) tədqiq etdik, bu yaxınlarda bu növün bütün genom ardıcıllığını da aydınlaşdırdıq ( Nishikawa və başqaları, 2015), pupal rənglənmədə iştirak edən gen tənzimlənməsinin analizini asanlaşdırdı. Bundan əlavə, hər bir genin funksional rolunun birbaşa sübutunu təmin edə bilən elektroporasiya vasitəçiliyi ilə gen analizi metodunu (Ando və Fujiwara, 2013 Nishikawa et al., 2015) qurduq.

Bu araşdırmada əvvəlcə yaşıl və qəhvəyi rəngli pupal rəngləmə üzərində nəzarət qurduq P. politlər laboratoriya şəraitində. Bu sistemdən istifadə edərək, anatomik olaraq qəhvəyi və yaşıl pupalarda pupal pigmentlərin zaman və məkan dəyişikliklərini təyin etdik. Yaşıl və qəhvəyi pupa istehsalından məsul olan piqmentasiya genlərini daha da təyin etdik və onların elektroporasiya vasitəli RNAi ilə pigmentasiyadakı funksional rollarını aydınlaşdırdıq. Bəzi genlərin xüsusi olaraq yaşıl və ya qəhvəyi şəraitdə əmələ gələn pupal rəng üçün ifadə nümunələri sərgilədiyini gördük. Bu genlərin ifadəsi elektroporasiya vasitəsi ilə yıxılma ilə azaldıqda, xüsusi rəngləmə bloklanır. Burada pupal yaşıl və qəhvəyi rənglənmədə iştirak edən genlərin necə olduğunu bildiririk P. polytes tənzimlənir ki, bu da Lepidoptera arasında pupa qoruyucu rənglərin təkamül prosesini işıqlandırır.


Lepidopteradakı qeyri-şəffaf yaşıl rəngə nə səbəb olur? - Biologiya

Şəkildəki rənglər peyk cihazının hansı işığı ölçməsindən asılı olacaq. Həqiqi rəngli təsvirlər görünən işıqdan və qırıq-qırıq, yaşıl və mavi dalğa uzunluqlarından istifadə edir və rənglər insanın kosmosdan gördüklərinə bənzəyir. Yanlış rəngli şəkillər infraqırmızı işığı ehtiva edir və gözlənilməz rənglər ala bilər. Əsl rəngli görüntüdə ümumi xüsusiyyətlər aşağıdakı kimi görünür:

Su

Su işığı udur, ona görə də adətən qara və ya tünd mavi olur. Çöküntü işığı əks etdirir və suyu rəngləndirir. Asma qum və ya palçıq sıx olduqda su qəhvəyi görünür. Çöküntü dağıldıqca suyun rəngi yaşıl, sonra mavi olur. Qum dibi olan dayaz sular da oxşar təsirə səbəb ola bilər.

Suyun səthindən əks olunan günəş işığı suyu boz, gümüşü və ya ağ kimi göstərir. Sunglint olaraq bilinən bu fenomen, dalğa xüsusiyyətlərini və ya yağ sızmalarını vurğulaya bilər, eyni zamanda çöküntü və ya fitoplanktonun varlığını maskalayır.

Sunglint, Kanar adaları ətrafında okeanın səthində mövcud nümunələri görməyə imkan verir. (NASA görüntüsü Jeff Schmaltz LANCE/EOSDIS MODIS Rapid Response Team, GSFC nəzarəti altında.)

Dondurulmuş su və mdashsnow və buz & mdashis ağ, boz və bəzən bir qədər mavi. Kir və ya buzlaq qalıqları qar və buzun rəngini qaraldır.

Bitkilər

Bitkilər fərqli yaşıl çalarlarda olur və bu fərqlər kosmosdan əsl rəngli görünüşdə özünü göstərir. Çəmənliklər açıq yaşıl rəngdədir, meşələr isə çox tünd yaşıldır. Kənd təsərrüfatı üçün istifadə edilən torpaq çox vaxt təbii bitki örtüyündən daha parlaqdır.

Bəzi yerlərdə (yüksək və orta enliklər) bitki rəngi mövsümdən asılıdır. Bahar bitkiləri sıx yay bitkilərindən daha solğun olur. Payız bitkiləri qırmızı, narıncı, sarı və tünd yarpaqsız ola bilər və qurudulmuş qış bitkiləri qəhvəyi rəngdədir. Bu səbəblərə görə şəklin nə vaxt yığıldığını bilmək faydalıdır.

ABŞ-ın Cənub-Şərqi Böyük Dumanlı Dağlarını əhatə edən meşələr mövsüm irəlilədikcə rəngləri qəhvəyidən yaşıla narıncıya və qəhvəyiyə dəyişir. (NASA şəkilləri Jeff Schmaltz LANCE/EOSDIS MODIS Rapid Response Team, GSFC-nin izni ilə.)

Okeanlarda, üzən bitkilər və mdashphytoplankton & mdashcan suyu çoxlu mavi və göyərti rəngləndirir. Kələm meşələri kimi su altında qalan bitki sahil suyuna qara və ya qəhvəyi bir rəng verə bilər.

Çılpaq torpaq

Çılpaq və ya çox yüngül bitki örtüyü adətən qəhvəyi və ya qara rəngli bir çalardır. Rəng torpağın mineral tərkibindən asılıdır. Australian Outback və Amerika Birləşmiş Ştatlarının cənub-qərbi kimi bəzi səhralarda, açıq torpaq qırmızı və ya çəhrayı rəngdədir, çünki hematit (yunanca qan kimi) kimi dəmir oksidləri ehtiva edir. Torpaq ağ və ya çox solğun qaraldıqda, xüsusən də qurudulmuş göl yataqlarında, bunun səbəbi duz, silikon və ya kalsium əsaslı minerallardır. Volkanik qalıqlar qəhvəyi, boz və ya qara rəngdədir. Yeni yandırılmış torpaq da tünd qəhvəyi və ya qara rəngdədir, lakin yanıq izi zamanla yoxa çıxmadan qəhvəyi rəngə çevrilir.

Şəhərlər

Sıx tikilmiş sahələr, beton və digər tikinti materiallarının konsentrasiyasından gümüş və ya boz rəngdədir. Bəzi şəhərlərdə dam örtüyü üçün istifadə olunan materiallardan asılı olaraq daha qəhvəyi və ya qırmızı ton var.

Varşavanın müasir və tarixi məhəllələri arasındakı kontrast peyk vasitəsilə asanlıqla görünür. Yeni Stadion Narodowy parlaq ağ rəngdədir. & Sacuter & oacutedmie & sacutecie (İçəri Şəhər) İkinci Dünya Müharibəsindən sonra yenidən quruldu və əksər ərazilər bej və ya boz rəngdə görünür. Ancaq bəzi məhəllələr, Stare Miasto'nun (Old Town) qırmızı çini və yaşıl mis damları kimi köhnə üslublu binalarla yenidən quruldu. (Şəkil nəzakət NASA/USGS Landsat.)

Atmosfer

Buludlar ağ və boz rəngdədir və yerdən baxıldıqları kimi quruluşa malikdirlər. Buludun formasını əks etdirən tünd kölgələri də yerə salırlar. Bəzi yüksək və nazik buludları yalnız atdıqları kölgə ilə aşkar etmək olar.

Tüstü tez -tez buludlardan daha yumşaqdır və qəhvəyi -boz rəngə qədər dəyişir. Neft yanğınlarının tüstüsü qara rəngdədir. Duman ümumiyyətlə xüsusiyyətsizdir və solğun boz və ya pis bir ağ rəngdədir. Sıx duman qeyri -şəffafdır, ancaq daha incə dumandan görə bilərsiniz. Tüstü və ya dumanın rəngi ümumiyyətlə nəm və kimyəvi çirkləndiricilərin miqdarını əks etdirir, lakin peyk görüntüsünün vizual təfsirində duman və duman arasındakı fərqi söyləmək həmişə mümkün olmur. Ağ duman təbii sis ola bilər, eyni zamanda çirklənmə ola bilər.

Buludları, dumanları, dumanları və qarları, 1 noyabr 2013 -cü il tarixindən etibarən Himalayanın bu MODIS görüntüsündə olduğu kimi peyk görüntülərində ayırmaq çətindir.

Tozun mənşəyindən asılı olaraq rəngləri dəyişir. Çox vaxt bir qədər qaralır, lakin torpaq kimi fərqli mineral tərkibinə görə ağ, qırmızı, tünd qəhvəyi və hətta qara ola bilər.

Vulkanik tülkülər də püskürmə növündən asılı olaraq görünüşünə görə dəyişir. Buxar və qaz ləkələri ağ rəngdədir. Kül lələkləri qəhvəyi rəngdədir. Yenidən dayandırılmış vulkan külü də qəhvəyi rəngdədir.

Kontekstdə Rənglər

Bir peyk görüntüsünə baxaraq, peyklə yer arasındakı hər şeyi (buludlar, toz, duman, quru) tək, düz bir müstəvidə görürsünüz. Bu o deməkdir ki, ağ yamaq bir bulud ola bilər, həm də qar və ya duz yastığı və ya günəş işığı ola bilər. Kontekst, forma və teksturanın birləşməsi fərqi deməyə kömək edəcək.

Məsələn, buludlar və ya dağlar tərəfindən atılan kölgələr su, meşə və ya yandırılmış torpaq kimi digər qaranlıq səth xüsusiyyətlərində səhv etmək asan ola bilər. Eyni bölgənin başqa bir zamanda çəkilmiş digər şəkillərinə baxmaq qarışıqlığı aradan qaldırmağa kömək edə bilər. Çox vaxt kontekst kölgənin formasını şəkildəki digər xüsusiyyətlərlə müqayisə etməklə kölgə&mdaşa bulud və ya dağ&mdash mənbəyini görməyə kömək edəcək.

Şimal tapın

İtdiyiniz zaman, harada olduğunuzu anlamağın ən sadə yolu tanış bir yer tapmaq və özünüzü bu istiqamətə yönəltməkdir. Eyni texnika peyk şəkillərinə də aiddir. Şimalın harada olduğunu bilirsinizsə, o dağ silsiləsi şimaldan cənuba və ya şərqdən qərbə doğru uzandığını və ya bir şəhərin çayın şərq tərəfində və ya qərbində olduğunu anlaya bilərsiniz. Bu detallar xüsusiyyətləri xəritəyə uyğunlaşdırmağa kömək edə bilər. Yer Rəsədxanasında şəkillərin çoxu şimala doğru yönəldilmişdir. Bütün şəkillərə şimal oxu daxildir.

Əvvəlki Biliklərinizi nəzərə alın

Bəlkə də peyk şəklini şərh etmək üçün ən güclü vasitə yer haqqında məlumatdır. Keçən il meşədə yanğının baş verdiyini bilirsinizsə, meşənin tünd qəhvəyi hissəsinin vulkan axını və ya kölgəsi deyil, yəqin ki, yanıq yarası olduğunu başa düşmək asandır.

Yosemite & rsquos Rim Fire tərəfindən yandırılan torpaq, ətrafındakı yanmamış qəhvəyi və yaşıl mənzərə ilə müqayisədə boz qəhvəyi rəngdədir. Yanmış torpaq və yanmamış torpaq arasında fərq qoymağa kömək edən bu əlaqəli xəritəyə baxın. (USGS Earth Explorer -dən Landsat 8 məlumatlarından istifadə edərək Robert Simmon tərəfindən NASA Yer Rəsədxanasının görüntüləri.)

Yerli məlumatlara sahib olmaq, peyk xəritəsini sosial araşdırmalardan, iqtisadiyyatdan və tarixdən (məsələn, əhali artımı, nəqliyyat, qida istehsalı) geologiyaya (vulkanik fəaliyyət, tektonik) biologiya və ekologiyaya qədər gündəlik həyatda baş verənlərlə əlaqələndirməyə imkan verir. bitki inkişafı və ekosistemləri) siyasətə və mədəniyyətə (torpaq və sudan istifadə) kimyaya (atmosferin çirklənməsi) və sağlamlığa (çirklənmə, xəstəlik daşıyıcıları üçün yaşayış mühiti).

Məsələn, torpaq mülkiyyətçiliyi və torpaqdan istifadə siyasəti aşağıdakı şəkil cütlüyündə ziddiyyət təşkil edir. Polşada Niepolomice Meşəsini özəl torpaq sahələri əhatə edir. Hökumət, meşəni vahid olaraq XIII əsrdən bəri idarə edir. Kanop möhkəm, qırılmamış bir yaşıl olmasa da, meşə əsasən bütövdür. Aşağıdakı şəkildə Vaşinqtonun Okanogan-Wenatchee Milli Meşəsi yaxınlığında şəxsi və ictimai torpaqların dama taxtası birləşməsi göstərilir. ABŞ Meşə Xidməti meşəni qarışıq istifadə siyasəti altında idarə edir, bu siyasət bəzi meşələri qoruyur, digər hissələri isə ağac kəsmək üçün açar. Daha açıq yaşıl sahələr, ağacların federal, əyalət və ya xüsusi torpaqlarda meydana gəldiyini göstərir. Şəxsi torpaq sahələri ABŞ -ın qərb hissəsində Polşaya nisbətən daha böyükdür.

Torpaq istifadəsi və qorunması siyasəti həm Polşada (yuxarıda), həm də ABŞ Vaşinqton əyalətində (aşağı) meşə sahəsini təyin edir. (USGS Earth Explorer -dən Landsat 8 məlumatlarından istifadə edərək Robert Simmon tərəfindən NASA Yer Rəsədxanasının görüntüləri.)

Göstərilən ərazi haqqında məlumatınız yoxdursa, istinad xəritəsi və ya atlas son dərəcə dəyərli ola bilər. Xəritə, görüntüdə görə biləcəyiniz xüsusiyyətlərə ad verir və bu sizə əlavə məlumat axtarmaq imkanı verir. Bir neçə onlayn Xəritəçəkmə xidməti, hətta etiketli xüsusiyyətlərə malik peyk görünüşü də təmin edir. Tarixi xəritələr, məsələn, Konqres Kitabxanasında və ya David Rumsey Xəritə Kolleksiyasında, dəyişiklikləri müəyyən etməyə və hətta bu dəyişikliklərin niyə baş verdiyini anlamağa kömək edə bilər.

Elm, tarix və ya başqa bir şey üçün Yerə baxırsınızsa, Yer Rəsədxanasını da əsas qaynaq hesab edin. Saytda, müxtəlif mövzuları və yerləri əhatə edən 12 mindən çox şərh edilmiş peyk şəkillərinin zəngin, dərin bir arxivi var. Arxivə təbii hadisələrin şəkilləri və daha fərqli xüsusiyyətli şəkillər daxildir. Yer Rəsədxanasında sizi maraqlandıran bir sahənin və ya mövzunun görüntüsü yoxdursa, bizə bildirin. Dünyamızı kosmosdan kəşf etməyin yeni yollarını axtarırıq.


GİRİŞ

Dəniz xərçəngkimiləri sürfələri kimi pelagik mühitdəki kiçik heyvanlar üçün belə xüsusiyyətsiz bir dünyada sağ qalmaq çox vaxt görünməmək qabiliyyətindən asılıdır. Crypsis üçün bu güclü seçimi nəzərə alaraq, açıq su yaşayış yerlərində bir heyvanın bədəninin ətrafa vizual qarışmasını asanlaşdıran bir çox mexanizmlər inkişaf etmişdir, ən diqqətəlayiq yan tərəflər (Denton et al., 1972 Johnsen və Sosik, 2003), əks işıqlandırmadır. (Clarke, 1963 Johnsen et al., 2004) və şəffaf bədən toxuması [şəffaflığın təhlili (Breder, 1962 McFall-Ngai, 1990 Johnsen, 2001) ümumi pelajik kamuflyaj mexanizmlərinin nəzərdən keçirilməsi (Nilsson, 1995 Johnsen, 2014)]. Bir çox xərçəngkimisi sürfələri, son dərəcə şəffaf bədənə sahib olduqları üçün sonuncu mexanizmin mükəmməl nümunələrini təqdim edir, zahirən şüşədən hazırlanır. Mürəkkəb gözlər bu heyvanlarda qeyri -şəffaf piqmentlər olan yeganə xüsusiyyətdir. Xərçəngkimilərin sürfə gözləri uzadılmış optik elementlər və qatılaşdırılmış tor qişalarla şəffaflığını artırmaq üçün təkamül yolu ilə inkişaf etsə də (Nilsson, 1983), vizual səhnənin həllini qorumaq üçün qeyri-şəffaf skrininq piqmentləri fotoreseptorlar arasında qalmalıdır. Xərçəngkimilər sürfələri arasında stomatopodlar şəffaflığını maksimum dərəcədə artırmaqda xüsusilə təsirlidir. Çox vaxt gözlər stomatopod sürfələrinin bədənində yeganə görünən xüsusiyyətlərdir və növlərdən asılı olaraq uzunluğu 40 mm-ə qədər ola bilər (Feller et al., 2013). Bir kova planktona baxan bir insana, stomatopod sürfələri yalnız kosmosda heyvan piruetləri kimi yan-yana sabitlənmiş hərəkət edən qara nöqtələr kimi görünə bilər.

Stomatopod larva gözlərindəki təsvir olunmayan quruluşlar, burada göz parıltısı olaraq adlandırılan mavi və ya yaşıl işığın dalğa uzunluğunu güclü şəkildə əks etdirir (Şəkil 1). Burada müzakirə olunan göz boyası, bəzi xərçəngkimilər gözlərinin rabdomlarının altında (məsələn, Nephrops norvegicus) (Loew, 1976). Stomatopod larva göz parıltısından məsul olan əks etdirən materialın diqqətlə izlənməsi, gözün optik və fotoreseptor təbəqələri arasında tapılan, lakin optik yolunda olmayan fotonik bir quruluşa sahib olduğunu göstərir (Şəkil 1C). Fotoreseptorlar tərəfindən udulan işıq yolunda göz parıltısının olmaması (sağlam bir yalançı şagirdin olması ilə sübut olunur) göz parıltısının vizual süzgəc mexanizmi kimi işləmədiyini və ya başqa şəkildə bu gözlərdə fotoreseptivə təsir göstərdiyini göstərir. Növlərindən və mərhələsindən asılı olmayaraq (müəlliflərin şəxsi müşahidəsi) bu günə qədər tədqiq edilmiş bütün stomatopod sürfə gözlərində stomatopod göz parıltısını müşahidə etdik (həmçinin bax: Williams et al., 1985 Cronin et al., 1995 Jutte et al., 1998 Cronin and Jinks, 2001). Stomatopod sürfələrindən kənarda göz parıltısının olması braxyuran cır sürfələrində (müəlliflərin şəxsi müşahidəsi) (Cronin və Jinks, 2001), embrion və sürfə karidean karideslərində [Palaemonetes pugio (Douglass and Forward, 1989) P. argentinus (Harzsch et al., 1999)], Amerika lobsterinin embrionları [Homarus amerikan (Harzsch et al., 1998)] və yetkin izopod Astacilla longicornis (Nilsson və Nilsson, 1983). İşığa həssaslıqda heç bir aşkar rolu olmayan göz parıltısının onun əmələ gəldiyi gözə çarpan tor qişa üçün pelagik kamuflyaj rolunu oynadığı fərz edilir (Nilsson və Nilsson, 1983 Douglass and Forward, 1989 Cronin et al., 1995 Jutte et al. Cronin, 199). və Jinks, 2001). Xərçəngkimilər sürfə göz qapağının rolu dəfələrlə kamuflyaj kimi göstərilsə də, hipotez heç vaxt rəsmi olaraq sınanmamışdır. Stomatopod sürfələrinin təbii baxış mühitində göz boyasının bir neçə komponentini təhlil edərək göz kaminası kamuflyaj hipotezini sınamağa çalışdıq. Stomatopod sürfə göz parıltısının həm laboratoriyada, həm də təbii işıq mühitində spektral əks etdirilməsinin təsviri və təhlili vasitəsilə biz müxtəlif dərinliklərdə, oriyentasiyalarda və günün müxtəlif dövrlərində sürfə tor qişasının xas kontrastını azaltmaqda göz parıltısının effektivliyini sınaqdan keçirdik. Bu məlumatlar, stomatopod larval göz qapağının okulyar kamuflyaj mexanizmi kimi işlədiyi hipotezini möhkəm dəstəkləyir.

Stomatopod sürfə gözü. Fotoşəkillər (A) Pullosquilla thomassini və (B) Pseudosquillana richeri bu təcrübələrdə istifadə olunan şəxslər. Yan, dorsal və ventral şəkilləri P. thomassini A-da bu növün xarakterik xüsusiyyəti olan göz boyu parlaqlıq və rəng dəyişikliyini göstərir. (C) Stomatopod larval göz qapağının istehsalından məsul olan fotonik quruluşların ehtimal olunan yerini əks etdirən diaqram. PRL, fotoreseptor təbəqəsi Rh, rabdom L, lens CC, kristal konuslar OL, optik təbəqə. Tərəzi çubuqları, 500 μm.

Stomatopod sürfələrinin göz parıltısı. Şəkillər (A) Pullosquilla thomassini və (B) Pseudosquillana richeri bu təcrübələrdə istifadə olunan şəxslər. Yan, dorsal və ventral şəkilləri P. thomassini A-da bu növün xarakterik xüsusiyyəti olan göz boyu parlaqlıq və rəng dəyişikliyini göstərir. (C) Stomatopod larval göz qapağının istehsalından məsul olan fotonik quruluşların ehtimal olunan yerini əks etdirən diaqram. PRL, fotoreseptor təbəqəsi Rh, rabdom L, lens CC, kristal konuslar OL, optik təbəqə. Tərəzi çubuqları, 500 μm.


Nəticələr

Timpanik sinirin xarici morfologiyası və “xəritəsi”

Cütlənmiş qulaqlar birinci qarın seqmentinin ön ucunda, sternumun dibinin yaxınlığında yerləşir (Şəkil 1B, C). Hər bir qulağın qulaq pərdəsi güvənin xarici görünüşünə məruz qalmır, lakin içəridə iki kutikulyar oval kamera arasında yerləşir: daha kiçik bir arxa kamera (uzunluğu 0,50±0,045 mm, eni 0,24±0,03 mm, N.= 7 və 0.38 ± 0.07 mm dərinlikdə, N.= 3) və daha böyük ventral kamera (uzunluğu 0,62 ± 0,11 mm, eni 0,40 ± 0,05 mm, N.= 8 və 0.36 ± 0.12 mm dərinlikdə, N.= 3) (Şəkil 1C). Timpanum (0,20±0 mm eni × 0,30±0,03 mm uzunluqda, N.= 6 və təxminən 1 μm qalınlığında, skolopidiyanın qapalı olduğu bölgə istisna olmaqla, 3-5 μm qalınlığında), sərt, gözyaşı damlası şəklində uzanan iki qat trakeal epiteliya toxumasından əmələ gələn hamar, şəffaf bir membrandır. iki otaq arasında açılış (Şəkil 1D). Drepanidlər kimi xarici və daxili qişalı qulaqda qulaq pərdəsinin hansı olduğu aydın deyil. Daxili membranı "timpanum" adlandırmağa qərar verdik, çünki digər həşəratların timpanal membranlarına bənzəyir, xordotonal orqan skolopidiyası və genişlənmiş trakeal hava kisələri ilə əlaqəli və açıq şəkildə müəyyən edilmiş bir xitin halqası ilə dəstəklənən nazik, sıx bir membrandır. . Bundan əlavə, əvvəlki müəlliflər (Gohrbandt, 1937 Kennel and Eggers, 1933 Scoble, 1995) daxili membranı "timpanum" adlandırdılar və çaşqınlığı azaltmaq üçün biz də eyni şeyi etməyi seçdik. Beləliklə, aşağıda "timpanum" yazarkən həmişə daxili membranı nəzərdə tuturuq. Timpanum düz deyil, bir qədər əyilir, membranın mərkəzi dorsal kameraya bir qədər çıxır. Üçüncü bir otaq, plevral kamera, ilk qarın seqmentindən uzanan və dorsal kamera ilə davamlı və dorsal olan görkəmli bir qatdan əmələ gəlir. Qıvrımın qabarıq yan divarı bir qədər sklerotize edilmiş və orta divar arxa xarici membranı əmələ gətirir (təxminən 0,90 mm uzunluğunda × 0,60 mm enində, 1 mikron qalınlığında). Geniş ön tərəfi ön xarici membranla tutulur (təxminən 0,60 mm uzunluğunda × 0,40 mm enində, 5 mikron qalınlığında). Xarici membranların xaricindəki dayaz boşluqlar ətrafdakı hava ilə iki yarığa bənzər boşluqlar vasitəsilə davamlıdır (Şəkil 1B). Ön membranın sərhədi dəqiq müəyyən edilməmişdir, çünki ətrafdakı yumşaq membran toxuması ilə birləşir (şəkil 1C). Həm arxa, həm də ön xarici membranlar qeyri-şəffaf və gərginliksizdir. The posterior external membrane is smoother than the anterior external membrane, which has a`wrinkled' texture, resembling the counter-tympanal membranes of other lepidopteran ears (Scoble,1995). There were no apparent differences between males and females with respect to the ear morphology.

The tympanal nerve arises from 1N1 (nerve 1Na of Hasenfuss, 1997), the anterior branch of the first abdominal ganglion(Fig. 2A), which in the Lepidoptera has been incorporated into the pterothoracic ganglion(Nüesch, 1957). In D. arcuata, 1N1 is the first nerve branch arising from the thoracic–abdominal connective, 0.62±0.19 mm (N.=7) from the posterior end of the pterothoracic ganglion(Fig. 2A). The first branch of 1N1 innervates two ventral muscles, and the second innervates the tympanal cavity and the lateral region of the first abdominal segment. The main branch of 1N1 (containing both afferent and efferent units) continues to the periphery, where it innervates the dorsal and lateral parts of the segment.

The tympanal nerve enters the tympanal cavity medially, and runs along the ventral margin of the tympanal frame, where it terminates in four bipolar sense cells (Figs 2B,C, 3). Each sensory neuron belongs to a scolopidial unit, which includes a bipolar sense cell with one or more perineurium cells at its proximal region, a scolopale cell surrounding the sensory dendrite, and a distal attachment cell (Figs 2B, 3). The scolopidia (numbered 1-4 from medial to lateral, after Gohrbandt, 1937) are separated from one another between the two compressed epithelial layers of the tympanum(Figs 1D, 2B,C, 3). Scolopidia 3 and 4 are the largest and span the midregion of the curved tympanum, while the smaller scolopidia 1 and 2 occur at the median end of the sclerotized tympanal frame. As a measure of how much the tympanum curves we measured the distance, D, directly across the frame, and the distance along the curved membrane, arcMem, to get the radius, R, of the circle that fits the curved membrane at the level of the sensory cells(Fig. 2C,D). At the level of scolopidium 4, D was 0.197±0.031 mm and R was 0.125±0.019 mm on average (N.=4). At the level of scolopidium 1, D was 0.114±0.021 mm and R was 0.077±0.019mm (N.=4). At scolopidium 3, D was 0.148±0.016 mm (N.=5). R was not estimated.

Methylene Blue preparations of the right side tympanal scolopidia viewed from the dorsal chamber in two species of Drepanidae. Median is on the left.(A) Drepana arcuata. Composite image created from two micrographs taken at different focal planes. Sensory cell bodies of scolopidia 1-4 are marked, as well as the axons of cells 2 and 3 (arrowheads), and the location of the dendrite (d) and scolopale cell (arrow) of scolopidium 4. Scale bar,0.05 mm. Inset: Scolopale rods and cap (c) and distal dendrite (d) of scolopidium 4. Scale bar, 0.005 mm. (B) Watsonalla uncinula. Scolopidia 1-4, marking the attachment cell (AC) and the location of the scolopale rods (arrow) of scolopidium 3. Scale bar, 0.05 mm. Inset: Scolopale cap (c) and distal fibrils (F) of the attachment cell in scolopidium 4. Scale bar, 0.01 mm.

Methylene Blue preparations of the right side tympanal scolopidia viewed from the dorsal chamber in two species of Drepanidae. Median is on the left.(A) Drepana arcuata. Composite image created from two micrographs taken at different focal planes. Sensory cell bodies of scolopidia 1-4 are marked, as well as the axons of cells 2 and 3 (arrowheads), and the location of the dendrite (d) and scolopale cell (arrow) of scolopidium 4. Scale bar,0.05 mm. Inset: Scolopale rods and cap (c) and distal dendrite (d) of scolopidium 4. Scale bar, 0.005 mm. (B) Watsonalla uncinula. Scolopidia 1-4, marking the attachment cell (AC) and the location of the scolopale rods (arrow) of scolopidium 3. Scale bar, 0.05 mm. Inset: Scolopale cap (c) and distal fibrils (F) of the attachment cell in scolopidium 4. Scale bar, 0.01 mm.

The scolopidia are compressed to a thickness of 2-4 μm between the two tympanal layers. This enabled detection of many structural details without sectioning (Figs 2B, 3). The scolopidia exhibit all the characteristics of both mononematic and monodynal chordotonal organs(Field and Matheson, 1998),having one sensory neuron per scolopidium, and the distal tip of the dendrite inserting into a scolopale cap (Figs 2B, 3). The attachment cells join together distally, pass the tympanal frame, continue within the concave wall of the dorsal chamber, and attach to the integument at a point near the posterior end of the pleural chamber. These cells are densely packed with longitudinally oriented fibrils (probably microtubules) (Figs 2B,C, 3B). Specific attachments to the tympanal frame were not identified. We did not observe differences between the sexes in either the peripheral nerve topography or the innervation of the tympanum.

In W. uncinula we observed nerve branching patterns and tympanal receptors similar to those observed in D. arcuata. However, in addition to the four bipolar cells, a multipolar unit was observed at the medial and posterior edge of the tympanal frame. Whether this unit is innervated by the tympanal branch, or a branch of the posterior nerve of the first abdominal ganglion (nerve 1Np of Hasenfuss, 1997), is unclear. We did not detect a similar cell in D. arcuata.

Audioqramlar

Full audiograms were determined for 12 D. arcuata (8 females and 4 males). All moths were tested between 5 and 100 kHz. The ears were broadly tuned to a frequency range from 30 to 65 kHz(Fig. 4). The mean audiogram showed a best frequency at 40 kHz with a threshold at 52±3.6 dB SPL(N.=12). There were no differences between males and females. The audiograms were determined by finding the threshold for the most sensitive auditory cell. We follow the convention of other studies on lepidopteran hearing physiology (e.g. Roeder, 1966, 1974 Surlykke and Filskov, 1997)and name the sensory cells A-cells, A1-4 in order of decreasing sensitivity. Thus, the audiogram depicts the threshold of A1(Fig. 4).

D. arcuata audiograms. Individual audiograms of 8 females (red)and 4 males (blue). Mean audiogram of all is shown by the thick black line. The inset shows threshold curves for both A1 və A.2 for one female where A2 spikes were clearly higher than A1.

D. arcuata audiograms. Individual audiograms of 8 females (red)and 4 males (blue). Mean audiogram of all is shown by the thick black line. The inset shows threshold curves for both A1 və A.2 for one female where A2 spikes were clearly higher than A1.

Usually spike amplitude was the same for A1 və A.2and recruitment of A2 was indicated by spikes with double height or double peaks (Fig. 5). The preparations were delicate, but in the best the threshold difference between A1 və A.2 was determined at 2-3 frequencies above and below the best frequency. None of these indicated that the threshold difference changed with frequency. In a single preparation the recorded A2 spike amplitude was approximately four times that of A1 (see Fig. 6B),allowing for determination of the whole A2 threshold curve(Fig. 4, inset). These results indicate that the threshold curve of A2 is broadly tuned with lowest thresholds in the frequency range 30-60 kHz.

Spike-traces at different stimulus intensities illustrating response characteristics of the two functional auditory sensory cells A1 və A.2. (A) The recruitment of A2 is revealed by spikes with double height or double peaks. In this moth, A2 threshold was +17 dB re A1 eşik. Stimulus pulses: 10 ms, 30 kHz. (B) The mean number of spikes per stimulus (10 stimulations) as a function of intensity relative to A1 threshold (0 dB) from the same moth as in A. The number of A1 spikes per stimulus increases steeply from threshold to approximately +10 dB, where A1 starts saturating before the A2 threshold is exceeded at approximately +15 dB in this preparation. A2 is saturating at intensities greater than +30 dB above threshold.

Spike-traces at different stimulus intensities illustrating response characteristics of the two functional auditory sensory cells A1 və A.2. (A) The recruitment of A2 is revealed by spikes with double height or double peaks. In this moth, A2 threshold was +17 dB re A1 eşik. Stimulus pulses: 10 ms, 30 kHz. (B) The mean number of spikes per stimulus (10 stimulations) as a function of intensity relative to A1 threshold (0 dB) from the same moth as in A. The number of A1 spikes per stimulus increases steeply from threshold to approximately +10 dB, where A1 starts saturating before the A2 threshold is exceeded at approximately +15 dB in this preparation. A2 is saturating at intensities greater than +30 dB above threshold.

Color rasters of two moths (A and B) showing dynamics of spike trains as a function of intensity and post-stimulus time. Stimulus intensities were changed in 1 dB steps. In (A) the moth was stimulated 10 times at each intensity level, whereas in (B) only two presentations were possible. Spike amplitudes are represented in color, and the color bar scale is in mV. The moth in B was chosen to illustrate the maximum response duration at high stimulus intensities. In this moth there was a clear difference in spike amplitude between A1 və A.2 (inset) and both cells contributed to the long response train.

Color rasters of two moths (A and B) showing dynamics of spike trains as a function of intensity and post-stimulus time. Stimulus intensities were changed in 1 dB steps. In (A) the moth was stimulated 10 times at each intensity level, whereas in (B) only two presentations were possible. Spike amplitudes are represented in color, and the color bar scale is in mV. The moth in B was chosen to illustrate the maximum response duration at high stimulus intensities. In this moth there was a clear difference in spike amplitude between A1 və A.2 (inset) and both cells contributed to the long response train.

Response characteristics of sensory cells and dynamic range

The threshold of the most sensitive cell, A1, was rather stereotypic from moth to moth. The standard deviation of the threshold at 40 kHz was only 3.7 dB, and the full range of thresholds of all preparations at this frequency, recorded in two different set-ups, was 48-57 dB SPL. However,thresholds of A2 were more variable, ranging from +12 to +30 dB,mean +19±5 dB (N.=14), relative to the threshold of A1. Activity of other cells, the putative A3 və A.4, was difficult to detect. In most preparations there was no further increase in spike amplitude or spikes of double height with extra peaks, which would have indicated recruitment of a third cell. In a few preparations, renewed jitter in the rasters at high intensities (90-100 dB SPL) suggested that a third cell was recruited. However, at present we cannot unequivocally say that we had excited A3 or A4. A2 starts saturating around 15 dB above its threshold. Hence, the total dynamic range of the ear is around 30-40 dB (Figs 5, 6).

The dynamic response characteristics of the sensory cells were studied by increasing the intensity from 10 dB below threshold to maximum output of the speaker (around +50 dB re threshold) at a constant frequency, which was not the same for all preparations but always within the range of best frequencies(30-65 kHz). In six preparations we examined spike traces(Fig. 5) in 2 or 3 dB steps and in nine other preparations we examined color rasters(Fig. 6) in 1 dB steps. In all cases, the response increased in both amplitude and duration, reflecting the recruitment of more cells and the lengthening of response spike trains of individual cells (e.g. Figs 5, 6). Some characteristics, like A1 threshold (see above) and response latency, were rather constant throughout the preparations. In all preparations, the latency around threshold was 8-9 ms, decreasing gradually to a minimum of around 2.5 ms at +20 dB re. threshold (e.g. Figs 5, 6). In contrast, substantial variation was seen in A2 threshold (see above) and in response duration of both A1 və A.2. The mean response duration determined at 50 dB above threshold from rasters of preparations stimulated with 5 ms pulses was 16 ms (N.=8) with a considerable S.D. of 5 ms. Of the eight preparations, four showed response durations lasting no more than approximately 11-13 ms through the entire intensity range tested (e.g. Figs 5, 6A). In one it was 16 ms, and in three the response duration increased greatly to 21-22 ms at intensities above approximately +30 dB relative to the threshold of A1 (e.g. Fig. 6B). In one preparation there was a large enough difference between A2 və A.1spike amplitudes to permit identification of individual spikes, and in this case it was clear that both A1 və A.2 spikes contributed to the long response duration at high intensities(Fig. 6B).

In a few of the preparations we noted spikes from a cell that was apparently not affected by sound, resembling the activity of a tonically active cell (the so-called B-cell), that is prominent in recordings from noctuoid, geometroid (Roeder,1974) and pyraloid (Skals and Surlykke, 2000) tympanic nerves. Where this cell was most conspicuous the spike amplitude was comparable to the amplitude of the A-cells. In other preparations we recorded no activity from such a cell.


Energy Gap

When a complex forms, the shape of the d orbital changes because some are nearer the ligand than others: Some d orbitals move into a higher energy state than before, while others move to a lower energy state. This forms an energy gap. Electrons can absorb a photon of light and move from a lower energy state into a higher state. The wavelength of the photon that is absorbed depends on the size of the energy gap. (This is why splitting of s and p orbitals, while it occurs, does not produce colored complexes. Those gaps would absorb ultraviolet light and not affect the color in the visible spectrum.)

Unabsorbed wavelengths of light pass through a complex. Some light is also reflected back from a molecule. The combination of absorption, reflection, and transmission results in the apparent colors of the complexes.


Eastern Spruce Gall Adelgid

Eastern spruce gall adelgid, Adelges abietis (Linnaeus), Phylloxeridae, HEMIPTERA

DESCRIPTION

Yetkin &ndash A close relative of aphids, the adult eastern spruce gall adelgid is a small, bluish-green sucking insect, covered by cottony, waxy strands. The summer generation develops wings.

yumurta &ndash The black, oval egg is laid in a cottony mass of waxy strands.

Nimfa &ndash The yellowish- to bluish-green nymph grows to a length of about 1 mm. An exposed nymph is usually covered by cottony, waxy strands, which may obscure the nymph.

Paylanma &ndash The eastern spruce gall adelgid was introduced apparently from Europe before 1900. Since then it has spread throughout the northeastern United States and southern Canada, south at least to North Carolina.

Ev sahibi bitkilər &ndash Norway and white spruce are the favored hosts of the eastern spruce gall adelgid, but it has been found on red, black, Engelmann, and Colorado blue spruce as well.

Zərər &ndash The eastern spruce gall adelgid causes minor physiological damage to its host plants unless the host is severely infested. Severely infested trees may decline in vigor. The primary damage is that of reduced aesthetic value of host plants in nurseries, Christmas tree plantings, or landscapes. The galls are 1.5 to 2 cm long and pineapple shaped. In summer the galls dry out and turn brown. The stem is often distorted at the gall.

Həyat Tarixi &ndash Eastern spruce gall adelgids overwinter as partially grown females (stem mothers) near or at the dormant buds. In early spring the stem mothers mature and lay 100 to 200 eggs surrounded by cottony or woolly wax. The eggs are laid about the time the buds break. About 10 to 14 days later, the nymphs hatch and begin to feed at the bases of the needles. Their feeding causes a pineapple-shaped gall to form in the new twig. The nymphs mature in cells inside the gall until the gall dries out and splits open in summer. Although winged, the females usually stay on the host and soon lay up to 60 eggs in a cottony or woolly wax, usually at the tips of needles. The nymphs from this summer generation of eggs are the overwintering forms. There is one generation per year, and there are no males.

The overwintering nymphs should be controlled in early spring before new growth begins. For specific chemical controls, see the current state extension recommendations.

Eastern spruce gall adelgid. A. Wingless female with eggs. B and C. Nymphs of spring generation. D. Winged female. E and F. Nymphs of fall generation. G. Gall on spruce.

Eastern spruce gall adelgid. A. Wingless female with eggs. B and C. Nymphs of spring generation. D. Winged female. E and F. Nymphs of fall generation. G. Gall on spruce.

Pheromones: Function and Use in Insect and Tick Control☆

2.1 Lepidoptera

Lepidopteran pheromones were the first to be widely studied and include a huge collection of mostly female-based pheromones. Female moths typically produce long-range, fatty acid-derived molecules (eg, (11) in Fig. 1 ) that function over long distances, whereas male moths tend to produce close range courtship compounds that are often very similar in structure to plant secondary metabolites (eg, (3) in Fig. 1 Baker, 1989a Birch və b., 1990). In contrast to moths, butterflies tend to use color and motion cues more than pheromones to find mates. Butterfly pheromones are generally restricted to close-range or contact pheromones ( Baker, 1989a ). Moth pheromones have been cataloged in The Pherolist, a free database.

The majority of moth pheromones identified thus far are blends of 10 to 18-carbon-long straight-chain primary alcohols, acetates, or aldehydes. However, one interesting second major class of moth pheromone components is found in noctuids, geometrids, arctiids, and lymantriids comprises polyene hydrocarbons and epoxides (eg, (10) and (13) in Fig. 1 review: Millar, 2000 ). For the majority of moth species, after synthesis of the fatty acyl chain to either 16 or 18 carbons in length, these pheromone component precursors begin to achieve some species-specific structural differences that are imparted by one or more desaturases that place double bonds at specific locations in the fatty acyl chain ( Tillman və b., 1999 Roelofs and Rooney, 2003 ). The desaturation step is, depending on the species, either preceded or followed by b-oxidation to reduce the chain length of the molecule. Merely reversing the two-step sequence in which these two enzyme systems work creates most of the major differences in pheromone component structures in moths ( Roelofs and Rooney, 2003 ). Final species-specific structural differences result from the final biosynthetic step, conversion of the fatty acyl molecule to its active functional group by reductases and oxidases.

A key neuropeptide named pheromone biosynthesis activating neuropeptide (PBAN) has been found in females of all pheromone-producing moth species thus far. PBAN stimulates both the behavioral release of pheromone (ie, calling behavior) and the biosynthesis of the pheromone components ( Nation, 2002 ). A receptor for PBAN has recently been characterized in Helicoverpa zea by Choi və b. (2003) and is a membrane-bound heptahelical G protein-coupled receptor (ie, a seven-transmembrane GPCR). The PBANs of most species are extremely similar in structure, and injection of one species’ PBAN into the female of a second species often causes enhanced pheromone production in the injected female, even across families ( Raina and Menn, 1987 ).


Videoya baxın: شرح عن الالوان و معنى كل لون الازرق الاحمر الاصفر البرتقالي البنفسجي (Yanvar 2023).